miércoles, 27 de enero de 2016

Epsilon test

FUNDAMENTO

Consiste en un método que combina los métodos de difusión en agar y los de dilución para determinar CMI, mediante lectura directa, determinar la concentración inhibitoria mínima.
Similar a la difusión en agar pero en lugar de discos son tiras de E-test que contienen, en su suoerficie inferior, una gradiente de concentración de antimicrobiano ( equivalente a 15 diluciones ).
Cuando el antibiótico difunde, establece un gradiente de continuo de antimicrobiano a lo largo de la tira y despúes de la incubación se forma una zona elíptica de inhibición del crecimiento.
La CMI se corresponde con el punto donde el borde del área de inhibición del crecimiento intersecciona con la tira.

PROCEDIMIENTO:

1. Inocular  3-4 colonias en 5 mL de TSA o de SSF e icubar a 37ºC d 5-10 min hasta que la turbidez sea visible.
2.Ajustar turbidez con SSF hasta obtener un equivalente a 0.5 de la escala de Mc Farland.
3. Inoculamos la superficie de la placa M-H con un hisópo, sembrando en masa y dando cuatro pases a la placa.
4. Colocamos la tira sobre la superficie de forma gradual, produciéndose de manera inmediata la difusión del antibiótico.





MÉTODO DE KIRBY-BAUER/DIFUSIÓN POR DISCO

FUNDAMENTO

Consiste en depositar discos de diferentes antibióticos, sobre las superficie de una Placa de Petri que contiene agar previamente inoculado con el microorganismo y tras un periodo de incubación de 18-24 horas, observar la zona o halo de inhibición que aparece rodeando al disco de antibiótico.

MATERIALES


Placa de cultivo puro ( en este caso hemos utilizado Klebsiella)
Mechero de alcohol
Asa de siembra
Hisopo
NaCl
Medio de cultivo.
Antibióticos (Ampilicina, Cefotaxima, Tobramicina y Amoxicilina).

PROCEDIMIENTO:

1. Preparar un cultivo de 18 horas, en TSA, en BHIA, de las bacterias que hay que ensayar.

2. Inocular 3-4 colonias en 5 mL de TSA o de SSF e incubar a 37ºC de 5-10 min hasta que la turbidez sea visible.





















3. Ajustar turbidez con SSE hasta obtener un equivalente a 0.5 mL de la escala de Mc Farland.
4. Inoculamos la superficie de la placa M-H con un hisopo, sembrando en masa y dando cuatro pases a la placa.





5. Colocar los discos de antibióticos separados 20 mm y a 15 mm del borde de la placa.




- Con aplicador automático.



6. Incubar la placa en posición invertida durante 18-24 horas a 37ºC.


7. Medir los diámetros de las zonas de inhibición. Si hay dos halos juntos se mide en otra dirección.
















8. Corroborar si es sensible definitivamente en las tablas que establecen los valores de referencia.

RESULTADOS: 

Sensible a la amoxicilina, tobramicina, cefotaxima y resistente a la ampicilina.

martes, 19 de enero de 2016

OBSERVACIÓN DE GÉRMENES MUERTOS : PREPARACIÓN DE FROTIS BACTERIANO, TINCIÓN SIMPLE O SENCILLA

OBJETIVO

1. Realizar extensiones o frotis bacterianos a partir de muestras sólidas y líquidas.
2. Realizar una tinción simple de las bacterias y levaduras presentes en distintas muestras naturales.
3. Observar la morfología bacteriana y comenzar a distinguir los diferentes tipos de agrupaciones existentes .
4. Practicar con el microorganismo empelando el máximo aumento, aplicando correctamente el aceite de inmersión y regulando adecuadamente el condensador y el diafragma.


MATERIAL

Asa de platino, mechero Bunsen, portaobjetos,
muestras bacterianas de origen natural, colorantes para tinción ( cristal violeta, safranina, azul de metileno,etc), microscopio y aceite de inmersión.









PROCEDIMIENTO

1. Extensión: 
- Colocar una gota de agua destilada en el porta. 
- Con el asa de platino , estéril, transferir una pequeña cantidad del cultivo bacteriano en medio sólido a la gota .
- Remover la mezcla con el asa hasta formar una suspensión homogénea y extenderla bien con el asa.
- Si el material de partida es un cultivo en medio líquido, no es necesario realizar el paso1, basta con realizar directamente la extensión.

2. Desecación:

La preparación se deja secar, a temperatura ambiente o calentando muy suavemente.

3. Fijación : 

Formas más habituales de fijación:
- Por calor: realizando 3 pases por la llama azul del mechero Bunsen y dejando enfriar, pues si le añadimos el colorante precipitaría por el calor.

- Por fijadores; pueden ser simples como el alcohol o mezclas fijadoras.






































TINCIÓN SIMPLE O SENCILLA : BACTERIAS DEL YOGOURT 

1. Sobre un portaobjetos desengrasado realizar la extensión o frotis, tomando una mínima porción de yogur, con una asa de siembra previamente flameada.
2. Secar al aire.
3. Fijar con calor pasando, tres veces, el porta sobre la llama del mechero.
4. Teñir con un colorante cualquiera de los arriba indicados durante 1-2 min ( cristal violeta, safranina, azul de metileno, etc..)
5. Secar la preparación.
Observar con 100x, poniendo una pequeña gota de aceite de inmersión.















LEVADURAS 

1. Con un asa de siembra , previamente flameada, se deposita una gota de agua estéril sobre un portaobjetos limpio y desengrasado.

2. Flamear de nuevo el asa.
3. Tomar una pequeña porción de levadura de cerveza, suspenderla y homogeneizarla en la gota de agua y realizar la extensión o frotis.
4. Secar al aire 
5. Fijar con calor pasando, tres veces, el porta sobre la llama del mechero.
6. Teñir con un colorante cualquiera de los arriba indicados durante 1-2 min ( cristal violeta, safranina, azul de  metileno, etc..).
7. Secar la preparación.
8. Observar con 100x, poniendo una pequeña gota de aceite de inmersión.






BACTERIAS DEL SARRO DENTAL


1. Con un asa de siembra, previamente flameada, se deposita una gota de agua estéril sobre un portabjetos limpio  y desengrasado.













2. Flamear de nuevo el asa.

3. Con un hisopo estéril tomar una pequeña porción de sarro dental suspenderlo y homogeneizarlo en la gota de agua y realizar la extensión o frotis.




















4. Secar al aire.
5. Fijar con calor pasando, tres veces, el porta sobre la llama del mechero.





















6. Teñir con un colorante cualquiera de los arriba indicados durante 1-2 minutos.
7. Secar la preparación.

8. Observar con 100x, poniendo una pequeña gota de aceite de inmersión.










domingo, 6 de diciembre de 2015

TINCIÓN SENCILLA Y MEDIO DE CULTIVO

Esta tinción permite observar la morfología bacteriana, ya que la mayor parte del material no celular no se tiñe.

MATERIAL

- Muestra biológica o cultivo bacteriano ( yogurt, etc)
- Portaobjetos limpio y desengrasado.
- Solución salina estéril o agua destilada.
- Equipo de tinción ( cristalizador, barras paralelas, frasco lavador )
- Pinzas, asas de platino, pipeta Pasteur, microscopio.
- Colorantes: Azul de metileno, safranina, fucsina diluida,etc...

TÉCNICA

1. Extensión del material a observar ( muestras clínicas o cultivos bacterianos)




2. Desecación.
3. Fijación: mediante 3 pases por la llama del mechero Bunsen ( debe quedar caliente al dorso de la mano pero sin quemar ), dejar enfriar.


4. Coloración: Consiste en cubrir la preparación, durante 1-2 min, con el colorante ( azul de metileno, safranina, fucsina diluida, etc...)
5. Lavar con agua, para eliminar el exceso de colorante, teniendo la precaución de no dirigir el chorro directamente al frotis.



















6. Secar al aire o con el papel de filtro.











7. Observar en microscopio ( objetivo de 100x, aceite de inmersión, condensador bajo y diafragma casi abierto.


domingo, 29 de noviembre de 2015

ANTISEPSIA DE LA PIEL

FUNDAMENTO

Comprobar el poder de las distintos desinfectantes y anotar los resultados.
Comparar los resultados de los compañeros y hacer una tabla indicando el antiséptico empleado y el nº de colonias en donde hubo crecimiento.

MATERIAL

- Agua oxigenada
- Povidona yodada ( Betadine)
- Alcohol al 96%.
- Solución isótonica estéril ( NaCl al 0.85%).
- Agua y jabón
- Hisópos estériles
- Placa de Petri con agar nutritivo estéril.





PROCEDIMIENTO

1. Dividimos la placa en dos mitades con un rotulador y en un lado marcamos '' control '' y el otro '' jabón y agua ''.




2. Humedecemos  un hisopo con solución salina y frotamos el brazo ( cara interna) derecha e inoculamos mediante estrías en el control.




3. Humedecemos con otro hisopo con el agente antiséptico asignado y frotarse solo una vez en el antebrazo izquierdo en un área de 5cm.




4. Tras el tiempo establecido (1min) , frotamos en el mismo brazo o con un hisopo con  solución salina e inoculamos mediante estrías en el alcohol.





























5. Incubamos  en la estufa de cultivo durante 24-48 h a 37ºC y ya realizamos la observación.






















6. Contar colonias e interpretar resultados
































RESULTADOS:

1. De los antisépticos utilizados en la práctica el que considero más eficaz es el alcohol.
2. En la placa en la que hemos contado más colonias es en la que habíamos depositado agua y jabón.
3. El antiséptico que he empleado yo es el agua y el jabón.
4. Primera placa 26 colonias en las primeras 24 horas.
En la segunda placa hay muchas colonias en las primeras 24 horas.
Trás 48 horas + de 100 colonias en la de agua y jabón ( No se pueden contar)
26 colonias en la de alcohol.

PREPARACIÓN DE MEDIO DE CULTIVO

Un medio de cultivo consta de un gel o una solución que cuenta con los nutrientes necesarios para permitir, en condiciones favorables de pH y temperatura, el crecimiento de virus, microorganismos , células , tejidos vegetales o incluso pequeñas plantas. Según lo que se quiera hacer crecer, el medio requerirá unas u otras condiciones. Generalmente se presentan desecados en forma de polvo fino o granular antes de ser preparados; ya preparados pueden encontrarse en estado sólido, semisólido o líquido. 


MATERIALES
- Probeta 
- Matraz
- Microondas
- Agar citratado
- Agua destilada
- Trozo de papel
- Tubos para medio y tapones
- Autoclave
- Gradilla


PROCEDIMIENTO

1. Pesamos 4g de agar citratado.




2. Vertemos 100 mL de agua destilada en la probeta.


3. Mezclamos y tapamos el matraz con un trozo de papel.


4. Lo introducimos en el microondas hasta que se disuelva todo y no queden grumos en el fondo.


5. A continuación sacamos el matraz y lo introducimos en el autoclave.
6. Finalmente lo sacamos del autoclave, lo vertemos en los tubos y los inclinamos para conseguir el medio en flauta.